Mikrobiologie UE _SS26 AU5_

Domäne des Lebens: Archaea, Bacteria, Eukarya

Zellstruktur unterteilt in Eukaryoten (Eukarya) und Prokaryoten (Archaea und Bacteria).

Viren sind keine Lebewesen!

Vergrößern, verbesserte Auflösung und verbesserter Kontrast.

Okular (10fache Vergrößerung) mal Objektiv

Die Auflösung d ist der Abstand zweier noch getrennt wahrnehmbarer Punkte. (Je kleiner d desto besser ist die Auflösung)

A ... numerische Appatur

Je größer der Öffnungswinkel (sigma) und Brechungsindex (n), desto größer ist auch die numerische Appatur (desto kleiner wird d -> bessere Auflösung).

Luftmyzel (wächst vom Nährmedium nach oben weg) und unseptierte Hyphen

Mucor Racemosus: braun, Collarette/Häutchen

Rhizipus Stolonifer (Brotschimmel): weiß/grau, Apophyse und Rhizoid

Substratmyzel (wächst am Nährmedium an) und septierte Hyphen

Aspergillus Niger (Gießkannenschimmel): schwarz, hat Vesikel

Penicillium Chrysogenum (Pinselschimmel): grün/gelb, hat Rami

Saprophyten: Organismen (v. a. Pilze und Bakterien), die sich von totem organischem Material ernähren (Abbaustoffe/Destruenten).

Chemoorganotroph: Sie gewinnen sowohl ihre Energie als auch ihren Kohlenstoff aus organischen Verbindungen (die sie durch den Abbau des toten Materials aufnehmen).

Aerobier: Für den Abbau dieser Stoffe nutzen die meisten Saprophyten den effizienten Weg der Zellatmung, wofür sie molekularen Sauerstoff benötigen.

Filamentöse Pilze (Mehrzellig, Mycel, Sporenträger) und Hefen (Einzellig, Vermehrung durch Sprossung oder Teilung).

Rhizipus Stolonifer (Brotschimmel): weiß/grau, Apophyse und Rhizoid

Penicillium Chrysogenum (Pinselschimmel): grün/gelb, hat Rami

Aspergillus Niger (Gießkannenschimmel): schwarz, hat Vesikel

Hanseniaspora Occidentalis: zitronenförmig (wegen bipolarer Sprossung) ca. 2,5 μm groß

Papiliotrema Laurentii (2,5 μm) und Saccharomyces Cerevisiae (5 μm)

Rhodotorula glutinis: rötlich/pink, polare Sprossung und ca. 5 μm groß

Schizosaccharomyces Octosporus (10 μm)

Einteilung nach:

• Unwaschbar & unkontaminiert: Normaler Restmüll
• Waschbar & unkontaminiert: Behälter für Glas
• Waschbar & kontaminiert: Behälter für beimpf/bebrütetes Glas (wird autoklaviert)
• Unwaschbar & unkontaminiert: Restmüll der nach dem Labor Autoklaviert wird (Platten mit Schimmelpilzen sind zuzukleben)

Gruppe 1: unwahrscheinlich, dass beim Menschen Krankheit verursachen. (Methanbakterien, Bifidobakterien in der Molkerei, Essigsäurebakterien)

Gruppe 2: kann eine Krankheit beim Menschen hervorrufen und Gefahr für Arbeitnehmer darstellen. Verbreitung in der Bevölkerung unwahrscheinlich, Vorbeugung oder Behandlung normalerweise möglich. (Borrelia, Legionellen, Tetanuserreger, Polioviren)

Gruppe 3: schwere Krankheit beim Menschen und ernste Gefahr für die Arbeitnehmer. Die Gefahr einer Verbreitung in Bevölkerung kann bestehen, normalerweise wirksame Vorbeugung oder Behandlung möglich. (Covid-19, Milzbranderreger, Tuberkuloseerreger)

Gruppe 4: schwere Krankheit beim Menschen und eine ernste Gefahr für Arbeitnehmer. Gefahr einer Verbreitung in Bevölkerung groß, normalerweise wirksame Vorbeugung oder Behandlung nicht möglich. (Ebola-Viren, Lassa-Viren)

Sterilisation: keimfrei (alles wird abgetötet)

Dekontamination: vor Entsorgung abtöten der gezüchteten Mikroorganismen

Desinfektion: Keimzahlverminderung (Übertragung verhindern)

1) Hitzesterilisation

Trockene Hitze

Feuchte Hitze (bessere Durchdringkraft - niedrigere Temperaturen nötig)

• kochendes Wasser (nur vegetative Zellen, keine Sporen)
• Autoklaven (heißer Dampf, tötet alles)

2) Bestrahlung

Ultraviolett Strahlung

• DNA Schädigung, geringe Eindringtiefe

Ionisierende Strahlung

• DNA Schädigung, Radikal Erzeugung, Gamma-Strahlen, für Plastik

3) Chemische Sterilisation

Mikrobizide Gase (Ethylenoxid, Ozon) und Flüssigkeiten (H₂O₂, Formalin)

Chemische Desinfektion (Alkohole, Aldehyd - als Gas/Flüssig)

4) Sterilfiltration

Membranfilter (Zellulose-estern, 0,45μm, 0,22μm, 0,1μm)

Tiefenfilter (Glas/Zellulose)

Nucleopore-Filter (Polycarbonatfilm, für Elektronenmikroskopie)

Eukaryotische Mikroorganismen: 10-100 μm

Hefen: 10 μm

Bakterien: 1-10 μm

Viren: 20-200 nm

1) Ausgangsmaterial

2) Anreicherung

• Absolute Anreicherung (ALLE Organismen vermehren)
• Relative Anreicherung (Selektiver Organismus, durch Zellgröße, Sauerstoff, selektive Nährböden, Licht- Temperatur, Zellgifte...)

3) Reinzucht

• Räumliche Trennung auf festen Nährböden
• Methoden (Koch'sches Spatelplattenverfahren, Fraktionierter Ausstrich, Verdünnungsmethoden, Selektive Einzelzell-Isolierung...)

4) Reinkultur

• bietet schneller Zugang zu Genomsequenz, Experimente unter Laborbedingungen, Physiologie bestimmen
• Reinheit makroskopisch, mikroskopisch und Wachstum anderer Medien überprüfen

5) Identifizierung

Obligat aerob - Benötigt Sauerstoff (Schraubverschlüsse im Inkubationsraum eine halbe Drehung aufmachen)

Fakultativ - benötigt Sauerstoff nicht dringend, aber funktioniert besser mit O2

Mikroaerophil - benötigt Sauerstoff aber in Konzentration unter der Luft

Obligat anaerob - Sauerstoff wirkt schädlich bis tötend

Aerobtolerant - unbeeinflusst von Sauerstoff

Koch'sches Spatelplatten-Verfahren: Verdünnungsreihe von 10⁻², 10⁻⁴ und 10⁻⁶ in einer Kochsalzlösung -> auf Agarplatten aufgetragen. (Mit dem Drigalskispatel ausplattieren und immer wieder eine neue Pipette nehmen!)

Fraktionierter Ausstich: Verdünnung/Vereinzelung von einer Mischkultur, durch wiederholtes ausglühen der Impföse und verteilen auf einer Agarplatte.

Vor-/Nachteile:

• Kurze Arbeitsdauer, Geringer Materialverbrauch (Fraktionierter Ausstich)
• Hohe Erfolgsquote, weniger Fehlerquellen auf einmal (Koch'sches Spatelplattenverfahren)

Nährbouillon (Bakterien):

• Fleischextrakt
• Pepton aus Fleisch
• NaCl

Nähragar (Bakterien)

• Fleischextrakt
• Pepton aus Fleisch
• NaCl
• Agar-agar

YM-Agar (Hefen):

• Malzextrakt
• Hefeextrakt
• Pepton
• Glucose
• Agar-agar

Malzextrakt (Hefen + Pilze):

• Malzextrakt
• Pepton aus Sojamehl
• Agar-Agar

Physiologische Kochsalzlösung ist immer 0,9% (0,9 g in 100mL)

Die Kochsalzlösung wirkt isoton auf die Zelle, es fließt gleich viel Wasser rein wie raus. Reines Wasser wirkt hypotonisch auf Zellen und würde diese zum lysieren (platzen) bringen. Starke Salzlösung wirkt hypertonisch und würde zur Plasmolyse (Schrumpfen) der Zelle führen.

Energiequelle: Phototroph (elektromagnetische Strahlung) oder Chemotroph (Redoxreaktionen wie Atmung/Gärung)

Elektronendonator: Organotroph (organische Verbindungen) oder Lithotroph (anorganische Verbindungen)

Kohlenstoffquelle: Autotroph (Fixierung von CO₂ aus der Atmosphäre) oder Heterotroph (organische Verbindungen)

1. Es gibt kein Universalmedium, das sich für alle Mikroorganismen gleich gut

eignet.

2. Die optimale Zusammensetzung kann nur experimentell entwickelt werden.

3. Hauptbestandteil aller Medien stellt Wasser dar.

4. Sämtliche Elemente müssen in verwertbarer Form zur Verfügung gestellt werden.

5. Eine passende Energiequelle muss vorhanden sein.

6. Einige Bestandteile bzw. Ionen müssen in bestimmten Konzentrationen bzw ausgewogenen Verhältnissen vorliegen. (pH-Wert, Pufferung, Redoxpotential)

1. Zusammensetzung: natürliche (komplexe) vs. synthetische (definierte) Medien
2. Verwendung: Universalmedien vs. Spezial-/Selektivmedien
3. Ansprüche: Minimalmedien vs. Vollmedien
4. Konsistenz: flüssige Nährmedien vs. feste Nährböden

Auswahlkriterien: Arbeitsziel (z. B. Keimzahlbestimmung, Reinzucht, Biomasse) und der Zielorganismus (Bakterien, Hefen, filamentöse Pilze).

Natürliches Medium:

• chemisch unbestimmte, organische Inhaltsstoffe (z. B. Pepton, Hefe-/Fleisch-/Malzextrakt)
• Ermöglicht das Wachstum vieler heterotropher Mikroorganismen.

Synthetisches Medium:

• ausschließlich chemisch exakt bestimmte Inhaltsstoffe und meist nur eine einzige Kohlenstoffquelle
• Wird oft als Selektionsmedium oder für Wiederholungsexperimente (z. B. in der medizinischen Biotechnologie) genutzt.

Peptone: Proteinhydrolysate aus pflanzlichen/tierischen Quellen; dienen als Stickstoffquelle. Entstehen durch Säurehydrolyse (hoher Salzgehalt) oder enzymatischen Abbau (Tryptone).

Hefeextrakt: Wässrige Extraktion von Saccharomyces cerevisiae mit hohem Vitamingehalt.

Fleischextrakt: Aus sehnen- und fettfreiem Fleisch durch heiße Wasserextraktion und milde Proteolyse. Enthält Peptide, Aminosäuren, organische Säuren, Nukleotide und Mineralsalze.

Malzextrakt: Aus Gerstenmalz; besitzt einen hohen Gehalt an Kohlenhydraten (vor allem Maltose).

Selektivmedien: Erlauben nur das Wachstum bestimmter Mikroorganismen, da diese spezifische Stoffwechselleistungen besitzen, um auf dem Medium zu überleben.

Differentialmedien: Erlauben das Wachstum von vielen verschiedenen Mikroorganismen, dienen aber der Unterscheidung anhand von Stoffwechselleistungen.

Festmedien: Enthalten ein Geliermittel

Verwendung: Isolierungsmedien, Reinzucht, Quantifizierung von Mikroorganismen (Bestimmung der Koloniezahl).

Flüssigmedien:

Verwendung: Anreicherungskulturen, biotechnologische Produktionsverfahren, Quantifizierung mittels MPN-Verfahren (Most Probable Number).

Agar-Agar:

• Ein Galaktose-Polymer aus maritimen Rotalgen
• von den meisten Mikroorganismen nicht abbaubar
• bei Siedetemperatur 95° homogenisierbar
• erstarrt bei ca. 45°
• Vor Gießen auf 50° temperieren gegen Quetschbildung

Gelatine:

• Schmelzpunkt bei ca. 25°
• Erstarrungspunkt bei ca. 20°
• Nur schonende Sterilisation möglich
• kann von einigen Mikroorganismen abgebaut werden

Glasgefäße:

Leicht zu reinigen, thermisch sterilisierbar und mehrmals verwendbar

Nachteil: Nicht geeignet für Spurenelement-Untersuchungen

Kunststoffgefäße (Einweggebinde):

Werden mittels Gamma-Bestrahlung sterilisiert

Einsatz bei zu aufwendiger Reinigung

Agarplatten (in Petrischalen):

Zuerst Autoklavieren, dann flüssiges (50°) Agar direkt in Petrischale

Gut für Isolierung von Einzelkolonien, Reinzucht und Keimzahlbestimmung.

Schrägagar (in Reagenzgläsern / Kulturröhrchen):

in Röhrchen füllen, anschließend Autoklavieren, schräg erstarren lassen

Gut für geringen Platzbedarf, langfristige Lagerung, langsameres Austrocknen

Eukaryotische Zelle

Prokaryotische Zelle

Thiomargarita magnifica (1cm - 2cm)

Makroskopisch:

• in Flüssig: Oberflächenwachstum, Bodensatz, Trübung, Geruch
• in Fest: Form/Größe, Beschaffenheit von Rand, Farbe, rau/glatt

Mikroskopisch:

• Bewegung (in alle Richtungen um eigene Achse)
• Form (Kokken, Stäbchen)
• Größe

Nach Färbung:

• Gramfärbung
• Sporenfärbung
• Kapselfärbung

Kokken:

• Mono- (1)
• Diplo- (2)
• Strepto- (Ketten)
• Staphylo- (weintraubenartig)
• Sarcine (4)

Stäbchen:

• Gerade
• Spirillen (Spiralförmig)
• Vibrionen (Gekrümmt)
• Keulenförmig

Physiologische Eigenschaften (bunte Reihe):

• Wachstumsbedingungen (Verhalten bei Sauerstoff, Temperatur, pH, NaCl)
• Substratverwertung
• Stoffwechselprodukte
• Enzyme
• Pigmente

Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Time-of-Flight

Identifizierung von Bakterien: ionisiert schwere biologische Moleküle (wie Proteine) per Laser und misst anhand ihrer Flugzeit das Massen-Ladungs-Verhältnis

Nachteil: teuer

• Fließbewegung (alle Zellen werden in gleiche Richtung geschwemmt)
• Brown'sche Molekularbewegung (Zittern der H2O Moleküle schubst Zellen an)
• Bewegung in alle Richtung um eigene Achse (Zucken in verschiedene Richtungen!) -> Echte Zellbewegung

Mammaliicoccus sciuri

• 1 μm
• Grampositiv
• Katalase positiv
• Oxidase positiv
• fakultativ anaerob
• Säurebildung positiv
• Saccharose positiv

Staphylococcus lentus

• 1 μm
• Grampositiv
• Katalase positiv
• fakultativ anaerob
• Saccharose positiv

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Alcaligenes faecalis

• Bewegung
• gerade Stäbchen, 1-3μm
• Gramnegativ
• Katalase positiv
• Oxidase positiv
• fakultativ anaerob

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Bacillus subtilis

• Bewegung
• gerade Stäbchen, 1-3μm
• Grampositiv
• zentrale Sporen
• Katalase positiv
• Oxidase positiv
• aerob

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Klebsiella aerogenes (kleiner dicker)

• Bewegung
• gerade Stäbchen, 1μm
• Gramnegativ
• Katalase positiv
• fakultativ anaerob
• Säurebildung positiv (+Gas)
• Saccharose positiv (+Gas)

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Escherichia coli

• Bewegung
• gerade Stäbchen, 1-2μm
• Gramnegativ (hellrosa im Bild)
• Katalase positiv
• aerob
• Säurebildung positiv (+Gas)
• Saccharose positiv

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Lacticaseibacillus rhamnosus

• Vibrionen, 3μm
• Grampositiv
• obligat anaerob

(nur positive Eigenschaften gelistet)

Clostridium butyricum

• gerade Stäbchen, 2 x 1 μm
• Grampositiv
• terminale Sporen
• obligat anaerob

Paraclostridium bifermentas

• gerade Stäbchen, 2 x 1 μm
• Grampositiv
• terminal, ovale Sporen
• obligat anaerob

ist eine ca. 6–10 nm dicke Lipiddoppelschicht (innen hydrophob, außen hydrophil).

• dient als Permeabilitätsbarriere
• verankert wichtige Proteine
• ist für die Energieerhaltung sowie den Energieverbrauch zuständig.

Es umgibt die Cytoplasmamembran und schützt die Zelle vor dem Platzen durch osmotischen Druck.

Es besteht aus Zuckerketten (alternierend N-Acetylglucosamin und N-Acetylmuraminsäure, β-1,4-glycosidisch verknüpft), die über kurze Peptide quervernetzt sind.

• Sie besitzen eine äußere und eine innere Membran.
• Dazwischen liegt eine dünne Peptidoglycanschicht (ca. 10 nm) im Periplasma.
• Die äußere Membran enthält Lipopolysaccharide (LPS) und Proteine (z. B. Porine).

• Es ist nur eine innere Membran (Cytoplasmamembran) vorhanden.
• Darüber liegt eine sehr dicke Peptidoglycanschicht aus bis zu 40 Schichten (15–80 nm dick).
• Das Peptidoglycan enthält Teichonsäuren und Lipoteichonsäuren.

Durch ihre Phosphatgruppen sind sie für die negative Ladung der gesamten Zelloberfläche verantwortlich. Zudem dienen sie der Bindung von Ca⁺² und Mg⁺² für den Transport in die Zelle.

(Hinweis: Sie kommen in gramnegativen Bakterien nicht vor).

• Färbelösungen enthalten z. T. CMR-Stoffe (krebserzeugend, erbgutverändernd, fortpflanzungsgefährdend) -> Unbedingt Handschuhe und Schutzbrille tragen!
• Nur frische Kulturen verwenden (max. 24 h alt).
• Immer eine Positiv- und Negativkontrolle auf demselben Objektträger mitführen und von innen nach außen verstreichen.

1. Kristallviolett: färbt grampositive Peptidoglycanschicht violett ein
2. RO-Wasser abspülen
3. Lugol'sche Lösung: bildet Farbkomplex
4. Alkohol (96%): entfärbt gramnegative
5. Safraninlösung: färbt jede Peptidoglycanschicht rosa (aber man sieht es nur bei gramnegativen)

Endosporen sind die „Schlafphase“ im bakteriellen Lebenszyklus. Sie werden bei ungünstigen Wachstumsbedingungen (Trockenheit, Temperaturextreme, Nährstoffmangel) gebildet. Sie sind extrem resistent gegen Hitze, Strahlung und Chemikalien.

Bei einer Pasteurisation (80°C 20min im Wasserbad) werden Bakterien abgetötet, Sporen überleben jedoch. Inkubiert man die pasteurisierten Sporen, so kann man makroskopisch nachweisen (Kolonie bildet sich), dass Sporen gebildet wurden.

Beide bestehen aus Polysacchariden oder Proteinen.

• Kapsel: Dicht gepackte, starre Matrix, die kleine Partikel ausschließt.
• Schleimschicht: Leicht deformierbar, zäh und schließt kleine Partikel nicht aus.

Anwendung:

Sie erhöhen die Virulenz, da gekapselte Zellen von Phagozyten nicht leicht erkannt/zerstört werden können.

Sie dienen der Anheftung an Oberflächen (wichtig für Biofilme).

Sie schützen die Zelle vor Austrocknung

(Bild einer Kapselfärbung von Leuconostoc mesenteroides)

MR-VP-Bouillon (Nähragar für Lacticaseibacillus rhamnosus)

• Pepton aus Fleisch
• D(+) Glucose
• Phosphatpuffer

Thioglycolat-Weichagar (für anearobe und aerobe Bakterien/Stichprobe)

• Pepton aus Casein
• Hefeextrakt
• D(+)-Glucose
• L-Csytin
• Natriumchlorid
• Natriumthioglycolat
• Resazurin-Natrium
• Agar-Agar

Saccharose-Phenolrot-Bouillon (Nachweis zur Saccharoseverwertung)

• Pepton aus Casein
• Pepton aus Fleisch
• NaCl
• Phenolrot

Oberflächenmonitoring:

• Nährbodenträger auf untersuchende Oberfläche drücken
• Inkubieren und Oberfläche von restliche Nähragar befreien
• An folgenden Tagen Kolonie zählen

Luftkeimbestimmung mit Siebsammler:

• Siebsammler in untersuchenden Raum stellen und CASO-Agar einfügen
• 100L Luft werden gesammelt
• Inkubieren
• An folgenden Tagen Kolonie zählen

Katalase ist ein Enzym, das vor Sauerstoffradikalen schützt, indem es Sauerstoff und Wasser bildet. Bei einem Katalasetest lässt man das Bakterium und Wasserstoffperoxid auf einem Objektträger reagieren, der Sauerstoff ist als Gasbildung (Bläschen) zu beobachten.

H₂O₂ -> H₂O + O₂

(Bild: Gasbildung bei K. aerogenes, kein Gas bei P. bifermentans)

Oxidase ist ein Enzym, das in der Atmungskette den letzten Schritt katalysiert, bei dem Elektronen auf Luftsauerstoff übertragen werden. Bei dem Test lässt man die Oxidase-Reagenz mit dem Bakterium reagieren. Dabei ist wichtig extra fest zu reiben, damit die Zellwand des Bakteriums aufbricht. Man sollte eine Blaufärbung innerhalb von 30 Sekunden sehen.

Säurebildung:

Bakterien werden anhand ihrer unterschiedlichen Glucoseverwertung identifiziert. Wenn Glucose zu Säure umgebaut wird, wird ein roter Farbumschlag durch den Methylrot-Indikator verursacht ( < 4,4 pH). Sonst bleibt es gelb.

Bakterien mit Säurebildung: K. aerogenes, E. coli, M. sciuri

Saccharoseverwertung:

Man testet ob eine bestimmte C-Quelle-Saccharose verwertet wird. Auch hier schlägt durch Säurebildung der Phenolrot-Indikator von Rot nach Gelb um. ( < 6,4 pH)

Bakterien mit Saccharoseverwertung: B. subtilis, E. coli, M. sciuri, S. lentus

(Bild von Saccharoseverwertung)

Zuerst Wahl des richtigen Tests: API-STAPH für grampositive Bakterien und API E20 für gramnegative Bakterien.

• Kolonie (bei API STAPH ~3 / bei API E20 ~1) mit Psipette in jeweiligen Suspensionsmedium lösen
• Mit Psipette alle Röhrchen des Testkits befüllen
• Auf Symbole achten und ev. Becher auch befüllen / mit Paraffinöl luftdicht verschließen
• Inkubieren 37°C
• Am Tag der Auswertung noch Reagenzien hinzufügen um Spontanreaktionen hervorzurufen (zb. VP2, NIT1, ZYM A, etc...)
• Mit Vergleichsbildern vergleichen und +/- auf das Ergebnisblatt eintragen
• Positive Ergebnis der gleichen Dreiergruppe zusammenrechnen
• 7-stelligen Zahlencode mit Datenbank vergleichen

Autoklave (Sterilisieren):

• 2L RO-Wasser um den Boden zu bedecken
• Medien in den Korb stellen und Deckel aufsetzen
• schwarzes Ventil auf offen stellen -> einschalten
• Bis 100°C warten, dann 3min bei 100°C lassen um eine maximale Dampfsättigung zu erreichen
• Ventil schließen und bis 121°C und 2bar warten
• sobald erreicht 15min Timer
• danach abschalten und warten bis auf 80°C gekühlt
• dann mit Schutzausrüstung öffnen

Bei Aufschmelzen von Agar, lässt man bei 100°C und offenen Ventil 30min schmelzen (Bei Malzextrakt nur 10min!)

Zellen verlängern sich (Zellelongation), bilden ein Septum aus (Septumbildung) und trennen sich schließlich an der Stelle des Septums in zwei Zellen.

Die Summe lebender, toter und zersetzter Organismen einschließlich der von ihnen produzierten Substanzen.

Abhängig von:

• ​Vom Organismus selbst
• ​Von den Umgebungsbedingungen

Kürzeste g: Unter optimalen Wachstumsbedingungen (= Laborbedingungen). Bei Bakterien liegt sie meist bei 1–3 Stunden.

Vier Wachstumsphasen:

1. Lag-Phase (Anlaufphase)
2. Exponentielle Phase (Log-Phase)
3. Stationäre Phase
4. Absterbephase

Batch-Kultur: Das Medium bleibt während der gesamten Kulturzeit unverändert (kein Medienzu- oder -ablauf). Die Nährstoffe nehmen ab, Stoffwechselprodukte reichern sich an. Das Wachstum kann nicht unendlich fortdauern (z. B. bei der Bier- oder Weinherstellung).

Viabilität: Prozentualer Anteil lebender Zellen (z. B. via Vitalfärbung) an den Gesamtzellen.

Keimfähigkeit: Prozentualer Anteil der koloniebildenden Einheiten (KBE, vermehrungsfähige Zellen) an den Gesamtzellen.

Vitalfärbung: Farbstoffe wie Trypanblau oder Methylenblau können intakte Zellmembranen lebender Zellen nicht passieren (Zytoplasma bleibt ungefärbt). Tote Zellen haben eine defekte Membran, nehmen den Farbstoff auf und färben sich blau.

Zellzahl: Zählkammern (Thomakammer), Elektronische Teilchenzählung, Membranfiltermethode

Keimzahl: Koch'sches Plattengussverfahren, Serielle Verdünnungen (MPN-Verfahren), Membranfiltermethode

Biomasse: Trübungsmessung, Gravimetrische Bestimmung (Trockengewicht), Volumetrische oder chemische Bestimmung

mal 400 weil das die Anzahl der Kleinquadrate ist

mal 10⁴ wegen der Umrechnung von µl auf ml

30 bis 300 Kolonien (Keime) pro Platte.

Genaues Pipettieren & gründliches Mischen bei jedem Verdünnungsschritt.

Für jede Verdünnungsstufe eine neue sterile Pipette verwenden.

Das flüssige Medium muss auf exakt 47°C temperiert sein.

Sie misst die Intensitätsabschwächung des eingestrahlten Lichts durch Streuung (Lambert-Beer'sches Gesetz). Je mehr Zellen vorhanden sind, desto mehr Licht wird gestreut und desto weniger ungestreutes Licht kommt am Detektor an.

Im linearen Bereich von 0,1 bis 0,6. Bei Werten ab 0,6 ist der Zusammenhang nicht mehr linear, und die Probe muss vor der Messung verdünnt werden.